Роля на невроналната азотен-оксид синтазата за нормалните физиологичните функции на сърцето

Share on facebook
Share on twitter
Share on linkedin
Share on pinterest
Share on email
Share on reddit

д-р Александър Илиев*, доц. д-р Лазар Желев дм, доц. д-р Бойчо Ланджов дм, Георги Котов, проф. д-р Адриан Палов дмн, проф. д-р Димка Хинова-Палова дм

Катедра по анатомия, хистология и ембриология, Медицински университет – София

За контакти: E-mail: dralexiliev@abv.bg

Скоро след като е идентифициран като „мистериозният”, произлизащ от ендотела релаксиращ фактор за кръвоносните съдове през 80-те години на ХХ век, азотният оксид бързо придобива статута на една от най-важните сигнални молекули в сърдечносъдовата система.

Днес, повечето автори считат азотния оксид за медиатор на кардиопротекцията. Откриването (през 1999) на ензима невронална азотен-оксид синтаза, участващ в конститутивната продукция на азотен оксид в миокарда, води до изясняване на ролята на този медиатор в наблюдаваните промени в сърдечната морфология при нормални и патологични условия и в различни периоди от развитието.

Кислородните радикали и азотният оксид (NO) си взаимодействат, за да промотират благоприятен или патологичен ефект по отношение на миокарда. Какъв ще бъде този ефект се определя от различни фактори като количество освободен NO, клетъчен тип, изоформа на невроналната азотен-оксид-синтаза (NOS) и тип NO-донор, състояние на миокарда (норма, исхемия или сърдечна недостатъчност), редокс-състояние на средата, експериментални условия (in vivo или in vitro), наличие на едновременна beta-адренергична и/или мускаринова стимулация, нива на пред- и следнатоварване и други (1)*.

В последните години бе установено, че NO се произвежда в сърцето не само от съдовия ендотел, но и от самите кардиомиоцити (2, 3, 4). Конститутивната продукция на NO играе ключова роля в регулацията на сърдечната функция както при физиологични, така и при патологични условия (5, 6, 7, 8, 9).

До скоро се считаше, че ендотелната изоформа на азотен оксид-синтазата (eNOS) е единствената изоформа, която се експресира конститутивно в лявата камера на сърцето на бозайниците, където локализацията й се открива, поне отчасти, в инвагинации на сарколемата – кавеоли (10).

В началото на 90-те години, експерименти с неспецифични инхибитори на NOS върху изолирани плъши кардиомиоцити от лява камера, показаха усилен инотропен отговор на умерена beta-адренергична стимулация с изопротеренол (2), което показва, че конститутивното освобождаване на NO от миокарда може да служи като ендогенен инхибитор на beta-адренергичната сигнализация.

Изследвания върху NOS инхибиторите в кардиомиоцити от лява камера на морски свинчета, показват цикличен гуанозин монофосфат (цГМФ) зависимо увеличаване на амплитудата на калциевия ток през мембраната (11, 12). Това свидетелства за тоничния инхибиторен ефект на NO върху базовия инотропен ефект и калциевата медиация.

Тъй като конститутивните изоформи на NOS (ендотелна и невронална – eNOS и nNOS) се кодират от различни гени (13), несъответствията между резултатите, получени с неспецифични инхибитори на NOS и при селективна делеция на гена за еNOS, могат да бъдат обяснени ако се приеме едновременното съществуване на повече от една конститутивна изоформа на NOS в кардиомиоцитите на лява камера.

Xu и сътр. първи установяват наличието на продукт на гена NOS1 в миокарда на лява камера при някои бозайници, включително и човек. Това е NO, продуциран от nNOS, която всъщност е продуктът от изолирания ген (14).

Ролята на сигнализацията посредством NO в сърдечния мускул е важна в регулацията на куплирането на възбуждане и съкращение и beta-адренергичната сигнализация (15). Контрактилитетът на миокарда се повлиява по различен начин от nNOS и еNOS поради разликите в тяхната локализация и таргети на сигнализацията (16).

Куплирането на възбуждането и съкращението е високо координирана поредица от събития, която започва с възбуждането на отделни кардиомиоцити и завършва със съкращението на цялото сърце.

Фигура 1

Вътреклетъчни пътища, посредством които nNOS участва в регулацията на съкращението на кардиомиоцита и калциевите каскади (по Sears и съавт. 2004 (35)

NOS

Характеристики на nNOS – експресия, активност и локализация

Невроналната NOS може да бъде фосфорилирана от протеинкиназа А (РКА) както in vitro, така и in vivo (17, 18). Все още не е ясно дали това има значим ефект върху активността на ензима (19). Освен това се предполага, че инхибиторите на РКА могат да се свързват с ендогенния инхибитор на nNOS (20, 21).

Въпреки това, подобно на еNOS, протеинът на топлинния шок 90 (HSP90) стимулира активността на nNOS чрез усилване на свързването на комплекса Ca2+/калмодулин към ензима.

Известно е и, че половите хормони като естрадиол повишават нивата на иРНК на nNOS (22). Но значението на пола за експресията на nNOS все още не е напълно обяснено. Изследване показва по-високи нива на експресията на nNOS в сърца на женски плъх в сравнение с мъжки плъх (23).

Според друго проучване, не се открива разлика между нивата на експресия в мъжки и женски сърца (24). Все пак, това несъответствие вероятно произтича от различията във вида на опитните животни (плъх и мишка) и/или вариациите на менструалния цикъл.

Известно е, че съществува тясна връзка между nNOS и калциеви йони (Ca2+) – транскрипцията на nNOS се регулира от Ca 2+ (25), а активността й е зависима от Ca2+.

Биосинтезата на NO включва електронен трансфер от С-терминалния (флавинов) към N-терминалния (хем) домен. Свързването на Ca2+/калмодулин вероятно предизвиква този електронен трансфер (26, 27), посредством изместване на автоинхибиращия компонент (28).

В допълнение, nNOS показва съвместна локализация с калций-свързани протеини; например в неврони, nNOS е закотвена към NMDA-рецепторните калциеви канали. Няколко проучвания показват имунохистихимично оцветяване на nNOS в кардиомиоцити (29, 30).

nNOS е локализирана по сарколемата и по мембраните на саркоплазмения ретикулум, където ко-имунопреципитира с рианодиновия рецептор (14, 31). При нормални физиологични условия, nNOS се открива по мембраните на саркоплазмения ретикулум.

Проучване на Damy и сътр. показа, че при патологични условия, nNOS може да се дислоцира от саркоплазмения ретикулум към сарколемата, което се показва чрез ко-оцветяване на nNOS със сарколемния маркер винкулин в модел на плъх с миокарден инфаркт.

При базални нива на вътреклетъчния калций, nNOS вероятно е неактивна, но активността й се повишава при покачване на калциевите нива (32, 33). Освен това, проучвания показват, че NO, синтезиран от миокардната nNOS, може да инхибира активността на Ca2+ АТФ-аза върху мембраните на саркоплазмения ретикулум (14).

От тези данни може да се заключи, че нарушаването на функцията на миокардната nNOS, ще доведе до получаването на фенотип, сходен с наблюдавания при аблация на физиологичния инхибитор на Ca2+ АТФ-аза – фосфоламбан.

Липсата на фосфоламбан води до по-бързо връщане на калция в цистерните на сарколазмения ретикулум на кардиомиоцитите на лява камера, последствие от което е повишаването на калциевото съдържание в ретикулума (34). В резултат на това се наблюдава повишен инотропен ефект в миокарда.

Ролята на nNOS е доста спорна. Асоциираната със саркоплазмения ретикулум nNOS (14) може да модулира сигнализацията посредством Ca2+. Предполага се, че nNOS вероятно упражнява тоничен инхибиторен ефект върху базалната регулация на калциевия ток през калциевите канали от L-тип и вътреклетъчните транзиентни калциеви токове (35), въпреки че тази роля на ензима е обект на дискусия (36).

Според някои проучвания, се наблюдава повишаване на клетъчния отговор към ниски дози beta-агонисти (37), докато други докладват за противоположен ефект при високи дози (31).

Изследвания на ко-имунопреципитацията и имунофлуоресценцията показват, че при нормален миокард nNOS може да бъде частично локализирана съвместно с рианодиновите рецептори по мембраните на саркоплазмения ретикулум и да взаимодейства с тях (31, 38, 39, 40).

Липсата на nNOS води до повишено диастолно излизане на Ca2+ посредством рианодиновия рецептор. Това повишено излизане може да доведе до намаляване на запасите на калций в цистерните на саркоплазмения ретикулум.

Установено е, че друг таргет на сигнализацията посредством nNOS са калциевите канали от L-тип. Невроналната NOS медиира намаляване на калциевия ток през каналите от L-тип, в резултат на което се намалява базалното съкращение, стимулирано от beta-адренорецепторите (35).

Доказано е, че nNOS взаимодейства и с протеини, които нямат отношение към куплирането на възбуждане и съкращение, например сарколемната калциева помпа 4b (41), която регулира активността на nNOS посредством модулиране на вътреклетъчните нива на калций.

Повишената експресия на помпа 4b понижава активността на nNOS и намалява отговора на beta-адренергична стимулация, с тенденция към намаляване на базалното съкращение (сходно с липсата на nNOS). Всички тези ефекти се реализират посредством цГМФ-независими сигнални пътища (42, 43, 44).

Или, nNOS модулира съкращението на кардиомиоцитите главно посредством цГМФ-независими сигнални пътища и нейни таргети са множество протеини, отговарящи за куплирането на възбуждане и съкращение, включително фосфоламбан, рианодиновия рецептор и калциевите канали от L-тип.

Роля на nNOS в контрола на базалното съкращение от страна на NO

Все още няма консенсус за ролята на NO върху сърдечното съкращение. Според някои проучвания, инхибирането на NOS няма ефект върху базалното сърдечно съкращение (45, 2, 46, 47, 48). Също така, не е документиран ефект на донорите на азотен оксид или на стимулирането на активността на NOS с L-аргинин върху базалната контрактилна функция на кардиомиоцити от лява камера на пиле (49).

Инхибирането на активността на nNOS, посредством разрушаване на гена или фармакологична блокада повишава базалния котрактилитет (37, 35). Този ефект се демонстрира при физиологични температури и при набор от сърдечни честоти. Това е важно обстоятелство, имайки предвид повишаването на активността на NOS с повишаване на честотата на стимулация (50), както и зависимостта от температурата на голям брой от процесите, участващи в куплирането на възбуждане и съкращение (51).

При липса на гена за nNOS, се наблюдава повишена систолна функция на лявата камера, съчетана с по-висока фракция на изтласкване (35). Тези данни частично се припокриват с тези на Barouch и сътр. от 2002 година.

Ефекти на nNOS върху ролята на калция в кариомиоцита и активността на рианодиновия рецептор

Механизмите, стоящи зад повишаването на контрактилитета при липсата на nNOS, са изследвани обстойно в изолирани кардиомиоцити от лява камера (35), където е показано, че положителният инотропен ефект при инхибиране на nNOS или разрушаване на гена, е свързан с ефектите на nNOS върху ролята на калция.

При разрушаване на гена за nNOS, както и при фармакологична блокада, се повишават калциевият ток през каналите от L-тип и натоварването на саркоплазмения ретикулум с калциеви йони.

Повишеното навлизане на калциеви йони посредством каналите от L-тип, при липса на nNOS, осигурява допълнителен стимул за калций-индуцираното освобождаване на калций и може да допринесе за по-голямо натоварване на саркоплазмения ретикулум, което да доведе до по-голям транзиентен калциев ток и по-силно съкращение.

Освен това, се предполага, че синтезираният от nNOS азотен оксид повишава активността на натриево-калиевата АТФ-аза (52, 53), което може индиректно да повлияе на калциевите токове, въздействайки върху вътреклетъчните нива на натрий, което води до промяна в активността на натриево-калциевия антипортер.

Според други изследователи, не се наблюдават такива промени по отношение на калциевата роля в миокарда при липса на nNOS. Данните на Sears и сътр. от 2004 година показват наличие на повишен калциев ток през каналите от L-тип при разрушаване на гена за nNOS или остра фармакологична блокада.

Ефекти на синтезирания от nNOS азотен оксид върху базалната релаксация

NO улеснява релаксацията на лявата камера и диастолното пълнене (54). При изолирани сърца от морски свинчета, коронарната инфузия на хемоглобин или на неспецифичен инхибитор на NOS улеснява увеличаването на минутния обем на сърцето (МОС), което е резултат от увеличеното преднатоварване, но не влияе върху базалния МОС (55).

От това следва, че NO улеснява реализирането на механизма на Франк-Старлинг посредством повишаване на левокамерния комплайънс. При наличието на остра фармакологична блокада или при разрушаване на гена за nNOS в кардиомиоцити от лява камера, се наблюдава отложена релаксация (37). Barouch и сътр. и Khan и сътр. не съобщават за нарушаване на релаксацията на лява камера при базални условия (31, 36).

Ефектът на NO върху релаксацията на лявата камера може би е резултат от цГМФ-медиирано намаляване на чувствителността на миофиламентите за калций, вероятно посредством PKG-медиирано фосфорилиране на тропонин I (56, 57). Според Zhou и сътр., синтезираният от nNOS азотен оксид вероятно стимулира активността и на Ca2+ AТФ-аза по мембраните на саркоплазмения ретикулум.

Роля на NO в контрола на сърдечния ритъм

Обикновено, ендогенният NO повишава сърдечната честота. Инхибирането на NOS с неспецифични инхибитори води по понижаване на сърдечния ритъм дори и при прерязани блуждаещи нерви (58). При заек, инхибирането на NOS води до брадикардия, независимо от фармакологичната блокада на вегетативните рефлекси (59).

Донорите на NO от друга страна, водят до повишаване на сърдечната честота. Наблюдава се повишаване на сърдечния ритъм на изолирани предсърдия от морски свинчета с няколко донора на NO (60). Допълнителни проучвания показват, че този ефект зависи от цГМФ и се медиира от повишаване на тока през пейсмейкърните канали (60, 61).

Използвани източници:

1.     Rastaldo R, Pagliaro P, Cappello S, Penna C, Mancardi D, Westerhof N, Losano G (2007) Nitric oxide and cardiac function. Life Sci. 81, 779-793.2.     Balligand J, Kelly RA, Marsden PA, Smith TW, Michel T (1993) Control of cardiac muscle cell function by an endogenous nitric oxide signalling system. Proc Natl Acad Sci. USA 90, 347–351.3.     Balligand JL, Kobzik L, Han X, Kaye DM, Belhassen L, O’Hara DS, Kelly RA, Smith TW, Michel T (1995) Nitric oxidedependent parasympathetic signaling is due to activation of constitutive endothelial (type III) nitric oxide synthase in cardiac myocytes. J Biol Chem. 270, 14582–14586.

  1. Kanai AJ, Mesaros S, Finkel MS, Oddis CV, Birder LA, Malinski T (1997) β-Adrenergic regulation of constitutive nitric oxide synthase in cardiac myocytes. Am J Physiol Cell Physiol. 273, C1371–C1377.
  2. Shah AM, MacCarthy PA (2000) Paracrine and autocrine effects of nitric oxide on myocardial function. Pharmacol Ther. 86, 49–86.
  3. Paton JFR, Kasparov S, Paterson DJ (2002) Nitric oxide and autonomic control of heart rate: a question of specificity. Trends Neurosci. 25, 626–631.
  4. Casadei B, Sears CE (2003) Nitric-oxide-mediated regulation of cardiac contractility and stretch responses. Prog Biophys Mol Biol. 82, 67–80.
  5. Massion PB, Balligand JL (2003) Modulation of cardiac contraction, relaxation and rate by the endothelial nitric oxide synthase (eNOS): lessons from genetically modified mice. J Physiol. 546, 63–75.
  6. Sears CE, Ashley EA, Casadei B (2004) Nitric oxide control of cardiac function: is neuronal nitric oxide synthase a key component? Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 359, 1021–1044.
  7. Feron O, Belhassen L, Kobzik L, Smith TW, Kelly RA, Michel T (1996) Endothelial nitric oxide synthase targeting to caveolae. Specific interactions with caveolin isoforms in cardiac myocytes and endothelial cells. The Journal of Biological Chemistry. 271, 22810-22814.
  8. Gallo MP, Ghigo D, Bosia A, Alloatti G, Costamagna C, Penna C, Levi RC (1998) Modulation of guinea-pig cardiac L-type calcium current by nitric oxide synthase inhibitors. J Physiol. 506, 639–651.
  9. Gallo MP, Malan D, Bedendi I, Biasin C, Alloatti G, Levi RC (2001) Regulation of cardiac calcium current by NO and cGMP-modulating agents. Pflugers Arch. 441, 621–628.
  10. Wang Y, Marsden PA (1995) Nitric oxide synthases: gene structure and regulation. Adv Pharmacol. 34, 71–90.
  11. Xu KY, Huso DL, Dawson TM, Bredt DS, Becker LC (1999) Nitric oxide synthase in cardiac sarcoplasmic reticulum. Proc Natl Acad Sci. 96, 657–662.
  12. Ziolo MT, Kohr MJ, Wang H (2008) Nitric oxide signaling and the regulation of myocardial function. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 45, 625-632.
  13. Ziolo MT (2008) The fork in the nitric oxide road: cyclic GMP or nitrosylation? Nitric Oxide : Biology and Chemistry / Official Journal of the Nitric Oxide Society. 18, 153-156.
  14. Bredt DS, Ferris CD, Snyder SH (1992) Nitric oxide synthase regulatory sites. Phosphorylation by cyclic AMPdependent protein kinase, protein kinase C, and calcium/calmodulin protein kinase; identification of flavin and calmodulin binding sites. Biol. Chem. 267, 10 976–10 981.
  15. Dinerman JL, Steiner JP, Dawson TM, Dawson V, Snyder SH (1994) Cyclic nucleotide dependent phosphorylation of neuronal nitric oxide synthase inhibits catalytic activity. Neuropharmacology. 33, 1245– 1251.
  16. Adak S, Santolini J, Tikunova S, Wang Q, Johnson JD, Stuehr DJ (2001) Neuronal nitric oxide synthase mutant (Ser-1412 → Asp) demonstrates surprising connections between heme reduction, NO complex formation, and catalysis. Biol. Chem. 276, 1244–1252.
  17. Jaffrey SR, Snyder SH (1996) PIN: an associated protein inhibitor of neuronal nitric oxide synthase. Science. 274, 774– 777.
  18. Yu J, Yu L, Chen Z, Zheng L, Chen X, Wang X, Ren D, Zhao S (2002) Protein inhibitor of neuronal nitric oxide synthase interacts with protein kinase A inhibitors. Brain Mol. Brain Res. 99, 145–149.
  19. Weiner CP, Lizasoain I, Baylis SA, Knowles RG, Charles IG, Moncada S (1994) Induction of calciumdependent nitric oxide synthases by sex hormones. Proc Natl Acad Sci. 91, 5212–5216.
  20. Chen J, Petranka J, Yamamura K, London RE, Steenbergen C, Murphy E (2003) Gender differences in sarcoplasmic reticulum calcium loading after isoproterenol. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 285, H2657–H2662.
  21. Cross HR, Murphy E, Steenbergen C (2002) Ca(2+) loading and adrenergic stimulation reveal male/ female differences in susceptibility to ischemia-reperfusion injury. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 283, H481–H489.
  22. Sasaki M, Gonzalez-Zulueta M, Huang H, Herring WJ, Ahn S, Ginty DD, Dawson VL, Dawson TM (2000) Dynamic regulation of neuronal NO synthase transcription by calcium influx through a CREB family transcription factor-dependent mechanism. Natl Acad. Sci. 97, 8617–8622.
  23. Abu-Soud HM, Stuehr DJ (1993) Nitric oxide synthases reveal a role for calmodulin in controlling electron transfer. Natl Acad. Sci. 90, 10 769–10 772.
  24. Abu-Soud HM, Yoho LL, Stuehr DJ (1994) Calmodulin controls neuronal nitric oxide synthase by a dual mechanism. Activation of intra- and interdomain electron transfer. Biol. Chem. 269, 32 047–32 050.
  25. Weissman BA, Jones CL, Liu Q, Gross SS (2002) Activation and inactivation of neuronal nitric oxide synthase: characterization of Ca2_-dependent [125I] calmodulin binding. J. Pharmacol. 435, 9–18.
  26. Brahmajothi MV, Campbell DL (1999) Heterogeneous basal expression of nitric oxide synthase and superoxide dismutase isoforms in mammalian heart: implications for mechanisms governing indirect and direct nitric oxide-related effects. Circulation Research. 85, 575-587.
  27. Planitzer G, Richter H, Gossrau R (2002) The nitric oxide synthase-1 and nitric oxide synthase-3/nitric oxide signaling systems in the heart of wild-type mice and mouse mutants. J. 34, 345–355.
  28. Barouch LA, Harrison RW, Skaf MW, Rosas GO, Cappola TP, Kobeissi ZA, Hobai IA, Lemmon CA, Burnett AL, O’Rourke B, Rodriguez ER, Huang PL, Lima JA, Berkowitz DE, Hare JM (2002) Nitric oxide regulates the heart by spatial confinement of nitric oxide synthase isoforms. 416, 337-339.
  29. Bredt DS, Snyder SH (1990) Isolation of nitric oxide synthetase, a calmodulin requiring enzyme. Natl Acad. Sci. 87, 682–685.
  30. Schmidt HH, Pollock JS, Nakane M, Gorsky LD, Forstermann U, Murad F (1991) Purification of a soluble isoform of guanylyl cyclase-activating-factor synthase. Natl Acad. Sci. 88, 365–369.
  31. Luo W, Grupp IL, Harrer J, Ponniah S, Grupp G, Duffy JJ, Doetschman T, Kranias EG (1994) Targeted ablation of the phospholamban gene is associated with markedly enhanced myocardial contractility and loss of β-agonist stimulation. Circ Res. 75, 401–409.
  32. Sears CE, Bryant SM, Ashley EA, Lygate CA, Rakovic S, Wallis HL, Neubauer S, Terrar DA, Casadei B (2003) Cardiac neuronal nitric oxide synthase isoform regulates myocardial contraction and calcium handling. Circ Res. 92, e52–e59.
  33. Khan SA, Skaf MW, Harrison RW, Lee K, Minhas KM, Kumar A, Fradley M, Shoukas AA, Berkowitz DE, Hare JM (2003) Nitric oxide regulation of myocardial contractility and calcium cycling: independent impact of neuronal and endothelial nitric oxide synthases. Circ Res. 92, 1322–1329.
  34. Ashley EA, Sears CE, Bryant SM, Watkins HC, Casadei B (2002) Cardiac nitric oxide synthase 1 regulates basal and betaadrenergic contractility in murine ventricular myocytes. Circulation. 105, 3011 –3016.
  35. Damy T, Ratajczak P, Robidel E, Bendall JK, Olivero P, Boczkowski J, Ebrahimian T, Marotte F, Samuel JL, Heymes C (2003) Up-regulation of cardiac nitric oxide synthase 1-derived nitric oxide after myocardial infarction in senescent rats. FASEB J. 17, 1934–1936.
  36. Damy T, Ratajczak P, Shah AM, Camors E, Marty I, Hasenfuss G, Marotte F, Samuel JL, Heymes C (2004) Increased neuronal nitric oxide synthase-derived NO production in the failing human heart. Lancet. 363, 1365–1367.
  37. Bendall JK, Damy T, Ratajczak P, Loyer X,Monceau V,Marty I, Milliez P, Robidel E, Marotte F, Samuel JL, Heymes C (2004) Role of myocardial neuronal nitric oxide synthasederived nitric oxide in β-adrenergic hyporesponsiveness after myocardial infarction-induced heart failure in rat. 110, 2368–2375.
  38. Oceandy D, Cartwright EJ, Emerson M, Prehar S, Baudoin FM, Zi M (2007) Neuronal nitric oxide synthase signaling in the heart is regulated by the sarcolemmal calcium pump 4b. Circulation. 115, 483–492.
  39. Wang H, Kohr MJ, Traynham CJ, Wheeler DG, Janssen PM, Ziolo MT (2008) Neuronal Nitric Oxide Synthase Signaling within Cardiac Myocytes Targets Phospholamban. Am J Physiol Cell Physiol. 294, C1566–C1575.
  40. Zhang YH, Zhang MH, Sears CE, Emanuel K, Redwood C, El-Armouche A (2008) Reduced phospholamban phosphorylation is associated with impaired relaxation in left ventricular myocytes from neuronal NO synthase-deficient mice. Circ Res. 102, 242–249.
  41. Gonzalez DR, Beigi F, Treuer AV, Hare JM (2007) Deficient ryanodine receptor S-nitrosylation increases sarcoplasmic reticulum calcium leak and arrhythmogenesis in cardiomyocytes. Proc Natl Acad Sci. 104, 20612–20617.
  42. Klabunde RE, Kimber ND, Kuk JE, Helgren MC, Forstermann U (1992) NG-methyl l-arginine decreases contractility, cGMP and cAMP in isoproterenol stimulated rat hearts in vitro. Eur J Pharmacol. 223, 1–7.
  43. Brady AJ, Warren JB, Poole-Wilson PA, Williams TJ, Harding S E (1993) Nitric oxide attenuates cardiac myocyte contraction. Am J Physiol. 265, H176–H182.
  44. Keaney JF, Hare JM, Balligand JL, Loscalzo J, Smith TW, Colucci WS (1996) Inhibition of nitric oxide synthase augments myocardial contractile responses to beta-adrenergic stimulation. Am J Physiol. 271, H2646–H2652.
  45. Harding SE, Davies CH, Money-Kyrle AM, Poole-Wilson PA (1998) An inhibitor of nitric oxide synthase does not increase contraction or betaadrenoceptor sensitivity of ventricular myocytes from failing human heart. Cardiovasc 40, 523–529.
  46. Ungureanu-Longrois D, Bezie Y, Perret C, Laurent S (1997) Effects of exogenous and endogenous nitric oxide on the contractile function of cultured chick embryo ventricular myocytes. J Mol Cell Cardiol. 29, 677–687.
  47. Kaye DM, Wiviott SD, Balligand JL, Simmons WW, Smith TW, Kelly RA (1996) Frequency-dependent activation of a constitutive nitric oxide synthase and regulation of contractile function in adult rat ventricular myocytes. Circ Res. 78, 217–224.
  48. Allen TJ (1996) Temperature dependence of macroscopic Ltype calcium channel currents in single guinea pig ventricular myocytes. J Cardiovasc Electrophysiol. 7, 307–321.
  49. Zhou L (2002) Lack of nitric oxide synthase depresses ion transporting enzyme function in cardiac muscle. Biochem Biophys Res Commun. 294, 1030–1035.
  50. Xu KY, Kuppusamy SP, Wang J Q, Li H, Cui H, Dawson TM, Huang PL, Burnett AL, Kuppusamy P, Becker LC (2003) Nitric oxide protects cardiac sarcolemmal membrane enzyme function and ion active transport against ischemia induced inactivation. J Biol Chem. 278, 41 798–41 803.
  51. Shah AM, MacCarthy PA (2000) Paracrine and autocrine effects of nitric oxide on myocardial function. Pharmacol Ther. 86, 49–86.
  52. Prendergast BD, Sagach VF, Shah AM (1997) Basal release of nitric oxide augments the Frank–Starling response in the isolated heart. 96, 1320–1329.
  53. Kaye DM, Wiviott SD, Kelly RA (1999) Activation of nitric oxide synthase (NOS3) by mechanical activity alters contractile activity in a Ca2_-independent manner in cardiac myocytes: role of troponin I phosphorylation. Biochem Biophys Res Commun. 256, 398–403.
  54. Layland J, Li J M, Shah AM (2002) Role of cyclic GMPdependent protein kinase in the contractile response to exogenous nitric oxide in rat cardiac myocytes. J Physiol. 540, 457–467.
  55. Pagliaro P, Dalla Valle R, Gattullo D, Merletti A, Marsh NA (1996) The heart rate after inhibition of nitric oxide release in the anaesthetized dog. General Pharmacology. 27, 695–699.
  56. Ward JE, Angus JA (1993) Acute and chronic inhibition of nitric oxide synthase in conscious rabbits: role of nitric oxide in the control of vascular tone. Journal of Cardiovascular Pharmacology. 21, 804–814.
  57. Musialek P, Lei M, Brown HF, Paterson DJ, Casadei B (1997) Nitric oxide can increase heart rate by stimulating the hyperpolarization-activated current, I Circ Res. 81, 60–68.
  58. Yoo S, Lee SH, Choi BH, Yeom JB, Ho W, Earm YE (1998) Dual effect of nitric oxide on the hyperpolarization- activated inward current (If ) in sino-atrial node cells in the rabbit. J Mol Cell Cardiol. 30, 2729–2738.

 

 

Share on facebook
Facebook
Share on twitter
Twitter
Share on linkedin
LinkedIn
Share on pinterest
Pinterest
Share on email
Email